Methodenoptimierung der Isolierung von DNA zur Mikrobiomanalyse von Wildbienen-Brutzellen und Individuen
Methodenoptimierung der Isolierung von DNA zur Mikrobiomanalyse von Wildbienen-Brutzellen und Individuen
Forscher Nachwuchs | NWK 2025 | Vanessa Bergler untersucht die Mikroflora der Wildbienen
Der Rückgang von Insekten stellt eine wachsende Bedrohung für Ökosysteme und die Landwirtschaft dar. Studien zeigen einen alarmierenden Biomasseverlust flugfähiger Insekten in Deutschland von bis zu 77 % innerhalb der letzten drei Jahrzehnte [1]. Dabei gelten etwa 45 % der in Deutschland vorkommenden Wildbienenarten als vom Aussterben bedroht – mit weitreichenden Konsequenzen für Obstanbauregionen wie Sachsen oder das Rheinland [2]. Agrarumweltmaßnahmen sollen dem u.a. durch die Intensivierung der Landwirtschaft steigendem Insektensterben entgegenwirken [1]. Inwiefern bestimmte Bestäubergruppen wie solitäre Wildbienen, bspw. Mauerbienen (Osmia spp.) von diesen profitieren muss weiterhin analysiert werden. Von hoher Bedeutung für die Bienengesundheit ist dabei ihr Bakterienhaushalt (Mikrobiom). Während dieser bei Honigbienen bereits intensiv erforscht wurde, wurde dies bei den heimischen Wildbienen noch nicht ausreichend untersucht [3]. Wildbienen unterscheiden sich im Sozialverhalten grundlegend von Honigbienen, da sie keine Brutpflege betreiben und die Entwicklung der Bienenlarve ausschließlich von dem sie umgebenden Nistmaterial abhängig ist [4]. So legt das Weibchen der Roten Mauerbiene seine Eier zusammen mit Pollenvorräten in durch Lehmwände getrennte Brutzellen (Abbildung 1).
Für die Identifizierung des Wildbienen-Mikrobioms wird zu Beginn jedoch eine zuverlässige, standardisierbare Methodik für die Isolation der bakteriellen DNA aus den Materialien der Brutzellen benötigt. Besondere Herausforderungen entstehen dabei durch die Adsorption der DNA an Partikeln, wie Huminsäuren, aber auch durch den rapiden Abbau der DNA in den Umweltproben durch entsprechende Enzyme [5]. Zu diesem Zweck werden momentan verschiedene Methoden und Ansätze zur DNA- Isolation getestet, modifiziert und miteinander verglichen. Anschließend soll die extrahierte DNA für die taxonomische Identifikation der Mikroorganismen genutzt werden. Zu diesem Zweck wird die Methode des Metabarcodings verfolgt. Dafür werden spezifische DNA-Abschnitte, welche im wissenschaftlichen Sprachgebrauch als „Barcodes“ bezeichnet werden zu Beginn mittels PCR vervielfältigt und anschließend sequenziert (Abbildung 2). Schematische Darstellung Abbildung 2: Schematischer Ablauf des DNA-Metabarcodings
Für die spezifische Identifikation von Bakterien wird dabei das sog. 16s rRNA-Gen verwendet, welches häufig für die Identifizierung von Bakterien genutzt wird [6]. Dieses wird anschließend mit dem MinION von Oxford Nanopore Technologies sequenziert und mit bekannten Sequenzen verschiedener Bakterien-Stämme abgeglichen (siehe Abbildung 2). Dabei bietet die Methode des Metabarcodings den bedeutenden Vorteil, dass aus verhältnismäßig wenig Probematerial ein umfassendes mikrobielles Spektrum erfasst werden kann [7]. Mit den Ergebnissen können Rückschlüsse auf den Gesundheitszustand der Bienen gezogen werden. Diese Daten sollen in Bezug auf verschiedene Landschaftsszenarien das Zusammenspeil von landwirtschaftlichen Praktiken und Agrarumweltmaßnahmen bewerten und ggf. anpassen.
Zur Person
Vanessa Bergler studiert seit 2020 Biotechnologie an der Hochschule Mittweida. Dabei spezialisierte sie sich im Master auf die Genomische Biotechnologie und unterstützt in ihrer Masterarbeit das Projekt von Lisa Prudnikow und Professor Wünschiers, wobei sie sich dem genetischen Nachweis von Bakterien in Umweltproben widmet.
Literatur
[1] Hallmann, CA., Sorg, M., Jongejans, E., Siepel, H., Hofland, N., Schwan, H. (2017) More than 75 percent decline over 27 years in total flying insect biomass in protected areas. PLoS ONE 12 (10): e0185809. doi.org/10.1371/journal. pone.0185809
[2] Nationale Akademie der Wissenschaften Leopoldina (Hrsg.) 2020: Globale Biodiversität in der Krise – Was können Deutschland und die EU dagegen tun? Dokumentationsband zu Diskussion Nr. 24, Halle (Saale).
[3] Voulgari-Kokota, A., Steffan-Dewenter, I., Keller, A. (2020): Susceptibility of Red Mason Bee Larvae to Bacterial Threats Due to Microbiome Exchange with Imported Pollen Provisions, Insects 2020, 11, 373; doi:10.3390/insects11060373
[4] Voulgari-Kokota, A., McFrederick, Q., Steffan-Dewenter, I., Keller, A. (2019): Drivers, Diversity, and Functions of the Solitary-Bee Microbiota. Trends in Microbiology, December 2019, Vol. 27, No. 12 doi.org/10.1016/j.tim.2019.07.011
[5] Kelly, R., Shelton, O., Gallego,R., (2019): Understanding PCR Processes to Draw Meaningful Conclusions from Environmental DNA Studies, Scientific REPORTS (2019) 9:12133 doi.org/10.1038/s41598-019-48546-x
[6] Janda, M., Abbott, S. (2007): 16S rRNA Gene Sequencing for Bacterial Identification in the Diagnostic Laboratory: Pluses, Perils, and Pitfalls, JOURNAL OF CLINICAL MICROBIOLOGY, Sept. 2007, doi:10.1128/JCM.01228-07
[7] Ruppert, K., Kline, R., Rahman, S. (2019): Past, present, and future perspectives of environmental DNA (eDNA) metabarcoding: A systematic review in methods, monitoring, and applications of global eDNA, Global Ecology and Conservation 17 (2019) e00547, doi.org/10.1016/j.gecco.2019.e00547
Text und Grafiken: Vanessa Bergler
Foto: Helmut Hammer